Linha de Pesquisa

Autofagia e os mecanismos de estoque e mobilização de macromoléculas de reserva em ovócitos e desenvolvimento inicial de embriões.

Em animais ovíparos, o sucesso do desenvolvimento embrionário depende inteiramente das reservas nutricionais estocadas nos ovócitos durante a ovogênese. O acúmulo das macromoléculas de reserva ocorre a partir de endocitose de componentes sintetizados pela mãe, resultando na formação de vesículas chamadas organelas de vitelo. No final da ovogênese os ovócitos de diferentes espécies podem crescer até 4.000x e as organelas de vitelo ocupam mais de 90% do citoplasma [1]. Após a fertilização, quando são formadas as primeiras células embrionárias, o conteúdo de reserva precisa ser degradado para fornecer energia e biomoléculas fundamentais para as inúmeras reações de síntese de novo que suprem as altas taxas de divisão, crescimento e diferenciação do embrião [23]. Em diferentes espécies, a degradação das macromoléculas de reserva é regulada quantitativa- e temporalmente, i.e. a proteólise é disparada em um determinado momento da embriogênese inicial. Porém, os mecanismos celulares e moleculares que regulam esta proteólise são desconhecidos em modelos ovíparos invertebrados e vertebrados [45].

Autofagia é um mecanismo celular altamente conservado que atua como resposta a diferentes estímulos através da degradação e reutilização regulada de componentes citoplasmáticos. Dentre os componentes da via autofágica, os chamados autophagy related genes (ATGs) participam em diferentes etapas desde a nucleação da vesícula autofágica e formação do autofagossomo, até a fusão com lisosomos e a degradação de organelas e complexos. Apesar da autofagia ter sido descrita há mais de 40 anos, foi a descoberta mais recente dos genes ATGs em leveduras [6], e a identificação de seus ortólogos em eucariotos superiores, que revelou as diferentes funções da via autofágica. Atualmente sabemos que a autofagia participa de diferentes formas na fisiologia celular como na adaptação a privação de nutrientes, turnover de organelas, morte celular programada, crescimento e diferenciação, desenvolvimento, entre outros. Apesar de todas essas descobertas, e justamente devido a essa versatilidade de funções, muitos dos aspectos moleculares da via autofágica bem como sua regulação ainda são desconhecidos [7]. Além disso, o papel da autofagia em doenças humanas como cancer e doenças neurodegenerativas tem chamado a atenção para a oportunidade de geração de novas terapias baseadas na manipulação da via autofágica [8].

Em ovócitos, a ativação da via autofágica após a fertilização foi observada em camundongos, onde o aumento do fluxo autofágico foi associado ao clearance de RNAs maternos para a MZT (maternal do zygotic transition) [9]. Em C. elegans, mitocôndras paternas são degradadas via autofagia logo após a fertlização [10], e em Drosophila, mutantes em componentes da via autofágica resultam em uma variedade de fenótipos de desenvolvimento [11]. Apesar de saber que ovócitos de diferentes espécies possuem a maquinaria autofágica e são capazes de ativar esta via, a degradação massiva e regulada dos componentes de reserva durante o desenvolvimento nunca foi estudada do ponto de vista celular, representando um modelo potencialmente promissor para estudos de autofagia. Nesse contexto, esse projeto pode ser dividido em duas grandes perguntas: 1) A degradação das organelas de vitelo durante a embriogênese inclui componentes da via autofágica? 2) Que sinais disparam esta via no citoplasma de ovos em etapa inicial de embriogênese?

 O modelo que será utilizado nesse projeto é o inseto Rhodnius prolixus, no qual nosso grupo já descreveu algumas características das organelas de vitelo [1213]. Diferente de mosquitos e Drosophila, R. prolixus tem desenvolvimento direto (sem um intermediário larval), onde 15% das proteínas de reserva são degradadas de forma altamente controlada até o fechamento dorsal do embrião [3]. Além disso, R. prolixus possui apenas um ortólogo para cada gene ATG, e alterações moleculares são possíveis via RNAi tanto no animal adulto quanto nos embriões da F1 [14-16].

Referências Bibliográficas: 1.         Alberts, B., et al., Molecular Biology of the Cell. 4th edition ed. 2002, New York: Garland science. 2.         Fabra, M., et al., Yolk proteolysis and aquaporin-1o play essential roles to regulate fish oocyte hydration during meiosis resumption. Dev Biol, 2006. 295(1): p. 250-62. 3.         Oliveira, P.L., M.D.A. Petretski, and H. Masuda, Vitelling processing and degradation during embryogenesis of Rhodnius prolixus. Insect Biochem, 1989. 19: p. 489-498. 4.         Fagotto, F., Regulation of yolk degradation, or how to make sleepy lysosomes. J Cell Sci, 1995. 108 ( Pt 12): p. 3645-7. 5.         Mallya, S.K., et al., Proteolysis of the major yolk glycoproteins is regulated by acidification of the yolk platelets in sea urchin embryos. J Cell Biol, 1992. 117(6): p. 1211-21. 6.         Tsukada, M. and Y. Ohsumi, Isolation and characterization of autophagy-defective mutants of Saccharomyces cerevisiae. FEBS Lett, 1993. 333(1-2): p. 169-74. 7.         Melendez, A. and T.P. Neufeld, The cell biology of autophagy in metazoans: a developing story. Development, 2008. 135(14): p. 2347-60. 8.         Levine, B. and G. Kroemer, Autophagy in the pathogenesis of disease. Cell, 2008. 132(1): p. 27-42. 9.         Yamamoto, A., N. Mizushima, and S. Tsukamoto, Fertilization-induced autophagy in mouse embryos is independent of mTORC1. Biol Reprod, 2014. 91(1): p. 7. 10.       Al Rawi, S., et al., Postfertilization autophagy of sperm organelles prevents paternal mitochondrial DNA transmission. Science, 2011. 334(6059): p. 1144-7. 11.       McPhee, C.K. and E.H. Baehrecke, Autophagy in Drosophila melanogaster. Biochim Biophys Acta, 2009. 1793(9): p. 1452-60. 12.       Ramos, I., et al., Acidocalcisomes as calcium- and polyphosphate-storage compartments during embryogenesis of the insect Rhodnius prolixus Stahl. PLoS One, 2011. 6(11): p. e27276. 13.       Ramos, I.B., et al., Calcium-regulated fusion of yolk granules is important for yolk degradation during early embryogenesis of Rhodnius prolixus Stahl. J Exp Biol, 2007. 210(Pt 1): p. 138-48. 14.       Dias, F.A., et al., Ovarian dual oxidase (Duox) activity is essential for insect eggshell hardening and waterproofing. J Biol Chem, 2013. 288(49): p. 35058-67. 15.       Berni, M., et al., Toll signals regulate dorsal-ventral patterning and anterior-posterior placement of the embryo in the hemipteran Rhodnius prolixus. Evodevo, 2014. 5: p. 38. 16.       Souza-Ferreira, P.S., et al., Chitin deposition on the embryonic cuticle of Rhodnius prolixus: the reduction of CHS transcripts by CHS-dsRNA injection in females affects chitin deposition and eclosion of the first instar nymph. Insect Biochem Mol Biol, 2014. 51: p. 101-9. 17.       Miranda, K., et al., Three dimensional reconstruction by electron microscopy in the life sciences: An introduction for cell and tissue biologists. Mol Reprod Dev, 2015.

Publicações do grupo: